CAPS-маркеры для анализа полиморфизма пластидной ДНК у представителей подрода Prunophora (Neck. ex Spach) Focke рода Prunus L.

Актуальность. Слива домашняя Prunus domestica L., алыча Prunus cerasifera Ehrh. и терн Prunus spinosa L. относятся к секции Prunus подрода Prunophora (Neck. ex Spach) Focke рода Prunus L. Считается, что вид P. domestica произошел за счет гибридизации алычи и терна, однако из-за фенотипической разнородности сливы домашней, наличия широкого спектра вариаций и переходных форм, а также сложного гексаплоидного генома вопрос его происхождения до сих пор остается предметом споров. Для углубленного изучения филогенетических взаимоотношений в настоящее время широко применяют анализ полиморфизма пластидного генома с использованием технологий молекулярного маркирования и ДНК-штрихкодирования. В данном исследовании мы поставили себе целью разработать набор CAPS-маркеров для быстрого анализа полиморфизма последовательностей пластидной ДНК у представителей секции Prunus. Материалы и методы: На основе анализа последовательности хлДНК Prunus cerasifera var. pissardii (Carrière) L.H. Bailey была разработана 21 пара пластидоспецифичных праймеров. Также были задействованы праймеры, использовавшиеся раннее для анализа хлДНК у других видов семейства Розовые, а именно у представителей рода Rubus L. Для апробации праймеров и подбора рестриктаз использовали выборку, состоящую из семи образцов P. cerasifera, четырех сортов P. domestica, четырех образцов терна P. spinosa и одного сорта гибридного вида Prunus×rossica Eremin. Результаты: Нами разработано 10 потенциальных CAPS-маркеров (комбинаций праймер/рестриктаза), дающих наиболее наглядную картину полиморфизма сайтов пластидной ДНК у образцов сливы домашней, алычи и терна. Для подтверждения диагностической ценности отобранных CAPS-маркеров проведен анализ экспериментальной выборки образцов косточковых культур из коллекции ВИР, в которую входили 19 сортов P. domestica, 16 образцов P. spinosa, семь сортов P. cerasifera и один гибрид с участием сливы китайской Prunus salicina Lindl. У использованных в работе CAPS-маркеров выявлен разный уровень детектируемого полиморфизма, большая часть маркеров давала от трех до пяти вариантов рестрикционных профилей, наиболее полиморфным оказался район petN/psbM (маркер RubPlast9/TaqI) – девять спектров рестрикционных фрагментов. Сочетания различных рестрикционных профилей одного образца расценивали как гаплотип его хлДНК, всего в относительно небольшой выборке в 43 образца было выявлено 20 гаплотипов. Заключение. Таким образом, разработанные нами CAPS-маркеры позволяют эффективно анализировать полиморфизм пластомов косточковых культур. В дальнейшем эти маркеры будут использованы для изучения расширенных выборок образцов сливы домашней, алычи и терна и исследования взаимосвязей между данными видами.

1. Антонова О.Ю., Клименко Н.С., Рыбаков Д.А., Фомина Н.А., Желтова В.В., Новикова Л.Ю., Гавриленко Т.А. SSR-анализ современных российских сортов картофеля с использованием ДНК номенклатурных стандартов. Биотехнология и селекция растений. 2020;3(4):77-96. DOI: 10.30901/2658-6266-2020-4-o2

2. Badenes M.L., Parfitt D.E. Phylogenetic relationships of cultivated Prunus species from an analysis of chloroplast DNA variation. Theoretical and Applied Genetics. 1995;90:1035-1041. DOI: 10.1007/BF00222918

3. Bortiri E., Oh S.-H., Jiang J., Baggett S., Granger A., Weeks C., Buckingham M., Potter D., Parfitt D.E. Phylogeny and systematics of Prunus (Rosaceae) as determined by sequence analysis of ITS and the chloroplast trnL‐trnF spacer DNA. Systematic Botany. 2001;26(4):797-807. DOI: 10.1043/0363-6445-26.4.797

4. Bortiri E., Vanden Heuvel B., Potter D. Phylogenetic analysis of morphology in Prunus reveals extensive homoplasy. Plant Systematics and Evolution. 2006;259:53-71. DOI: 10.1007/s00606-006-0427-8

5. CBOL – The Consortium for the Barcode of Life. Plant Working Group. A DNA barcode for land plants. Proceedings of the National Academy of Sciences (PNAS). 2009;106(31):12794-12797. DOI: 10.1073pnas.0905845106

6. Crane M., Lawrence W. Genetics of Garden Plants. London, UK: MacMillan; 1934.

7. Crane M., Lawrence W. The genetics of garden plants. 4th ed. London, UK: Macmillan; 1952.

8. Decroocq V., Favé M.G., Hagen L., Bordenave L., Decroocq S. Development and transferability of apricot and grape EST microsatellite markers across taxa. Theoretical and Applied Genetics. 2003;106:912-922. DOI: 10.1007/s00122-002-1158-z

9. Demesure B., Sodzi N., Petit R. A set of universal primers for amplification of polymorphic non-coding regions of mitochondrial and chloroplast DNA in plants. Molecular ecology. 1995;4:129-132. DOI: 10.1111/j.1365-294X.1995.tb00201.x

10. Dumolin-Lapegue S., Pemonge M.H., Petit R.J. An enlarged set of consensus primers for the study of organelle DNA in plants. Molecular ecology. 1997;6:393-397. DOI: 10.1046/j.1365-294X.1997.00193.x

11. Eryomine G.V. New data on origin of Prunus domestica L. Acta Horticulturae. 1990;283-2:27-30. DOI: 10.17660/ActaHortic.1990.283.2

12. Еремин Г.В. Систематика косточковых плодовых растений. В кн.: Еремин Г.В. (ред.), Помология. Т. 3. Косточковые культуры. Орел: ГНУ ВНИИСПК; 2008. С.15-20.

13. FAO. The Food and Agriculture Organization of the United Nations. Available at: https://www.fao.org/faostat/ru/#data/QCL [accessed May 25, 2025]

14. GenBank. National Institutes of Health (NIH, USA) genetic sequence database, an annotated collection of all publicly available DNA sequences. GenBank No. #MN418903. Available at: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank

15. Halász J., Szendy G., Ivanovska B., Tóth E.G., Hegedűs A. The self-incompatibility locus and chloroplast DNA regions of Prunus domestica reflect the origin and genetic diversity of traditional cultivars. Journal of the American Society for Horticultural Science. 2023;148(5):230-239. DOI: 10.21273/JASHS05330-23

16. Hedrick U.P. The Plums of New York. Albany: J.B. Lyon Co., State Printers; 1911.

17. Horvath A., Balsemin E., Barbot J.C., Christmann H., Manzano G., Reynet P., Laigret F., Mariette S. Phenotypic variability and genetic structure in plum (Prunus domestica L.), cherry plum (P. cerasifera Ehrh.) and sloe (P. spinosa L.). Scientia Horticulturae. 2011;129:283-293.

18. IDT. Integrated DNA Technologies. OligoAnalyzer™ Tool. Available at: https://eu.idtdna.com/calc/analyzer [accessed Jun. 12, 2025].

19. Illa E., Sargent D.J., Girona E.L., Bushakra J., Cestaro A., Crowhurst R., Pindo M., Cabrera A., Van der Knapp E., Iezzoni A., Gardiner S., Velasco R., Arus P., Chagné D., Troggio M. Comparative analysis of rosaceous genomes and the reconstruction of a putative ancestral genome for the family. BMC Evolutionary Biology. 2011;11(9):1-13. DOI: 10.1186/1471-2148-11-9

20. Inglis P.W., Pappas M.C.R., Resende L.V., Grattapagila D. Fast and inexpensive protocols for consistent extraction of high quality DNA and RNA from challenging plant and fungal samples for high throughput SNP genotyping and sequencing applications. PLoS ONE. 2018;13(10):1-14. DOI: 10.17504/protocols.io.tzfep3n

21. Камнев А.М., Антонова О.Ю., Чухина И.Г. Разработка CAPS-маркеров для изучения полиморфизма пластидных локусов представителей подрода Idaeobathus Focke рода Rubus L. Проблемы ботаники Южной Сибири и Монголии. 2023;22(2):116-121. DOI: 10.14258/pbssm.2023110

22. Komarov V.L. Rosaceae: Rosoideae, Amygdaloideae. In: Flora of the USSR. Vol.10. Washington D.C., USA: Smithsonian Institution; 1971. p.1-512.

23. Матвеева Т.В., Павлова О.А., Богомаз Д.И., Демкович А.Е., Лутова Л.А. Молекулярные маркеры для видоидентификации и филогенетики растений. Экологическая генетика. 2011;9(1):32-43. DOI: 10.17816/ecogen9132-43

24. Mohanty A., Martín J.P., Aguinagalde I. Chloroplast DNA diversity within and among populations of the allotetraploid Prunus spinosa L. Theoretical and Applied Genetics. 2000;100(8):1304-1310. DOI: 10.1007/s001220051439

25. Mohanty A., Martín J.P., Aguinagalde I. Population genetic analysis of European Prunus spinosa (Rosaceae) using chloroplast DNA markers. American journal of botany. 2002;89(8):1223-1228. DOI: 10.3732/ajb.89.8.1223

26. Mohanty A., Martín J.P., González L.M., Aguinagalde I. Association between chloroplast DNA and mitochondrial DNA haplotypes in Prunus spinosa L. (Rosaceae) populations across Europe. Annals of Botany. 2003;92(6):749-55. DOI: 10.1093/aob/mcg198

27. Mowrey B.D., Werner D.J. Phylogenetic relationships among species of Prunus as inferred by isozymes markers. Theoretical and Applied Genetics. 1990;80:129-133. DOI: 10.1007/BF00224026

28. Murawski H.B. Die beteutung der poliploidie für die evolution der pflaume. Berlin: Tagungen. Dtsch. Akad. Landwirtschafte Wiss; 1970. [In German]

29. Nas M.N., Bolek Y., Bardak A. Genetic diversity and phylogenetic relationships of Prunus microcarpa C.A. Mey. subsp. tortusa analyzed by simple sequence repeats (SSRs). Scientia Horticulturae. 2011;127(3):220-227. DOI: 10.1016/j.scienta.2010.09.018

30. Potter D., Eriksson T., Evans R.C., Oh S., Smedmark J.E.E., Morgan D.R., Kerr M., Robertson K. R., Arsenault M., Dickinson T.A., Campbell C.S. Phylogeny and classification of Rosaceae. Plant Systematics and Evolution. 2007;266:5-43. DOI: 10.1007/s00606-007-0539-9

31. Rybin W.A. Spontane und experimentell erzeugte bastarde zwischen schwarzdorn und kirschpflaume und das abstammungsproblem der kulturpflaume. Planta. 1936;25:22-58. [in German] DOI: 10.1007/BF01909303

32. Reales A., Sargent D.J., Tobutt K.R., Rivera D. Phylogenetics of Eurasian plums, Prunus L. section Prunus (Rosaceae), according to coding and non-coding chloroplast DNA sequences. Tree Genetics & Genomes. 2010;6(1):37-45. DOI: 10.1007/s11295-009-0226-9

33. Rehder A. A manual of cultivated trees and shrubs hardy in North America, 2nd edn. New York: Macmillan; 1940.

34. Reynders-Aloisi S., Grellet E. Characterization of the ribosomal DNA units in two related Prunus species (P. cerasifera and P. spinosa). Plant Cell Reports. 1994;13:641-646. DOI: 10.1007/BF00232937

35. Shaw J., Lickey E.B., Schilling E.E., Small R.L. Comparison of whole chloroplast genome sequences to choose noncoding regions for phylogenetic studies in angiosperms: the tortoise and the hare III. American Journal of Botany. 2007;94:275-288. DOI: 10.3732/ajb.94.3.275

36. Sayed H.A., Mostafa S., Haggag I.M., Hassan N.A. DNA barcoding of Prunus species collection conserved in the National Gene Bank of Egypt. Molecular Biotechnology. 2023;65(3):410-418. DOI: 10.1007/s12033-022-00530-z

37. Stothard P. The Sequence Manipulation Suite: JavaScript programs for analyzing and formatting protein and DNA sequences. Biotechniques. 2000;28:1102-1104. Version 2. Available from: https://www.bioinformatics.org/sms2/ [accessed Jun. 25, 2025].

38. Taberlet P., Gielly L., Pautou G., Bouvet J. Universal primers for amplification of three non-coding regions of chloroplast DNA. Plant molecular biology. 1991;17(5):1105-9. DOI: 10.1007/BF00037152

39. Ternjak T., Barreneche T., Šiško M., Ivančič A., Šušek A., Quero-García J. Genetic diversity and structure of Slovenian native germplasm of plum species (P. domestica L., P. cerasifera Ehrh. and P. spinosa L.). Frontiers of plant science. 2023;14:1150459. DOI: 10.3389/fpls.2023.1150459

40. Untergasser A. Primer3-org/ primer3plus. GitHub, Inc. Supported by EMBL Heidelberg. Available at: https://www.primer3plus.com [accessed Jun. 15, 2025].

41. Витковский В.Л. Плодовые растения мира. Санкт-Петербург; Москва; Краснодар: Лань; 2003.

42. Watkins R. Cherry, plum, peach, apricot and almond. In: N.W. Simmonds (ed.). Evolution of crop plants. London, UK: Longman; 1976. p.242-247.

43. Wolfe A.D., Randle C.P. Recombination, heteroplasmy, haplotype polymorphism, and paralogy in plastid genes: implications for plant molecular systematics. Systematic Botany. 2004;29(4):1011-1020. DOI: 10.1600/0363644042451008

44. Zhebentyayeva T., Shankar V., Scorza R., Callahan A., Ravelonandro M., Castro S., DeJong T., Saski C.A., Dardick C. Genetic characterization of worldwide Prunus domestica (plum) germplasm using sequence-based genotyping. Horticulture Research. 2019;6:12. DOI: 10.1038/s41438-018-0090-6

45. Жуковский П.М. Культурные растения и их сородичи: систематика. география, цитогенетика, иммунитет, экология, происхождение, использование. Ленинград: Колос; 1971.

46. Zohary D., Hopf M. Domestication of plants in the old world. Oxford, UK: Oxford University Press; 2000.