Preview

Биотехнология и селекция растений

Расширенный поиск

Гены-мишени для метаболической инженерии представителей семейства Solanaceae: эволюция и структурная организация

https://doi.org/10.30901/2658-6266-2018-1-34-42

Аннотация

Метаболическая инженерия растений является инструментом получения продуцентов ценных метаболитов, и также может применяться для снижения токсичности ядовитых растений с целью расширения области их применения. Культурные растения семейства пасленовых широко применяются в хозяйственных целях. Вторичный метаболизм пасленовых (Solanaceae) отличается широким разнообразием. В селекции картофеля и томата направленно отбирались формы растений со сниженной токсичностью, а в селекции такого экзотического индийского растения, как витания снотворная (Withania somnifera L.), напротив, отбирались растения с повышенной токсичностью. В результате естественных процессов и направленного отбора, в геномах пасленовых сформировались сложные системы генов, регулирующих разнообразные биосинтетические процессы. Недавние исследования показывают, что формирование генетического контроля вторичного метаболизма происходило путем дупликаций генов первичного метаболизма и формирования кластеров, регулирующих новые метаболические пути. Секвенирование геномов пасленовых дает возможность отследить эволюционные пути формирования метаболизма алкалоидов, одних из наиболее представленных токсичных метаболитов этого семейства. Знание геномной организации и эволюции метаболизма алкалоидов позволяет предлагать стратегии по модификации его генетического контроля с целью снижения токсичности растений табака и картофеля. Получение безникотиновых форм табака (Nicotiana tabacum L.) позволит более широко вовлекать эту культуру в биотехнологию как перспективную растительную систему синтеза рекомбинантных белков. Снижение токсичности картофеля актуально для некоторых сортов и необходимо при привлечении в селекцию диких родственников этой культуры. В отличие от культурного картофеля (Solanum tuberosum L.), многие дикие родственные ему виды накапливают токсичные стероидные гликоалкалоиды, что мешает введению этих видов в селекцию как доноров генов устойчивости к различным биотическим и абиотическим факторам.

Об авторах

К. А. Иванова
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
630090, г. Новосибирск, пр-т Академика Лаврентьева, 10


А. В. Спасельникова
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук; Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»
Россия

630090, г. Новосибирск, пр-т Академика Лаврентьева, 10;

630090, г. Новосибирск, ул. Пирогова, 2.



В. К. Шумный
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
630090, г. Новосибирск, пр-т Академика Лаврентьева, 10


С. В. Герасимова
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук; Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»
Россия

630090, г. Новосибирск, пр-т Академика Лаврентьева, 10;

630090, г. Новосибирск, ул. Пирогова, 2.



Список литературы

1. Abdelkareem A. et al. Jasmonate-induced biosynthesis of steroidal glycoalkaloids depends on COI1 proteins in tomato // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2017. Vol. 489, № 2. P. 206–210.

2. Aharoni A., Galili G. Metabolic engineering of the plant primary–secondary metabolism interface // Current Opinion in Biotechnology. 2011. Vol. 22, № 2. P. 239–244. DOI: 10.1016/j.copbio.2010.11.004

3. Aversano R. et al. The Solanum commersonii Genome Sequence Provides Insights into Adaptation to Stress Conditions and Genome Evolution of Wild Potato Relatives // The Plant Cell. 2015. Vol. 27, № 4. P. 954–968. DOI: 10.1105/tpc.114.135954

4. Beekwilder J. et al. Characterization of potato proteinase inhibitor II reactive site mutants // Eur. J. Biochem. 2000. Vol. 267, № 7. P. 1975–1984.

5. Boer K.D. et al. APETALA2/ETHYLENE RESPONSE FACTOR and basic helix–loop–helix tobacco transcription factors cooperatively mediate jasmonate-elicited nicotine biosynthesis // The Plant Journal. 2011. Vol. 66, № 6. P. 1053–1065. DOI: 10.1111/j.1365-313X.2011.04566.x

6. Bombarely A. et al. Insight into the evolution of the Solanaceae from the parental genomes of Petunia hybrida // Nature Plants. 2016. Vol. 2, № 6. P. 16074. DOI: 10.1038/nplants.2016.74

7. Cárdenas P.D. et al. GAME9 regulates the biosynthesis of steroidal alkaloids and upstream isoprenoids in the plant mevalonate pathway // Nat Commun. 2016. Vol. 7. P. 10654. DOI: 10.1038/ncomms10654

8. Chae L. et al. Genomic Signatures of Specialized Metabolism in Plants // Science. 2014. Vol. 344, № 6183. P. 510–513. DOI: 10.1126/science.1252076

9. Chintapakorn Y., Hamill J.D. Antisense-mediated down-regulation of putrescine N-methyltransferase activity in transgenic Nicotiana tabacum L. can lead to elevated levels of anatabine at the expense of nicotine // Plant Mol. Biol. 2003. Vol. 53, № 1–2. P. 87–105. DOI: 10.1023/B:PLAN.0000009268.45851.95

10. Chu H.Y., Wegel E., Osbourn A. From hormones to secondary metabolism: the emergence of metabolic gene clusters in plants // The Plant Journal. 2011. Vol. 66, № 1. P. 66–79. DOI: 10.1111/j.1365-313X.2011.04503.x

11. D’Amelia V. et al. Subfunctionalization of duplicate MYB genes in Solanum commersonii generated the cold-induced ScAN2 and the anthocyanin regulator ScAN1 // Plant Cell Environ. 2018. Vol. 41, № 5. P. 1038–1051. DOI: 10.1111/pce.12966

12. Deboer K.D. et al. The A622 gene in Nicotiana glauca (tree tobacco): evidence for a functional role in pyridine alkaloid synthesis // Plant Mol. Biol. 2009. Vol. 69, № 3. P. 299–312. DOI: 10.1007/s11103-008-9425-2

13. Field B. et al. Formation of plant metabolic gene clusters within dynamic chromosomal regions // PNAS. 2011. Vol. 108, № 38. P. 16116– 16121. DOI: 10.1073/pnas.1109273108

14. Freeling M., Thomas B.C. Gene-balanced duplications, like tetraploidy, provide predictable drive to increase morphological complexity // Genome Res. 2006. Vol. 16, № 7. P. 805–814. DOI: 10.1101/gr.3681406

15. Gerasimova S.V. et al. Genome editing system CRISPR/CAS9 and peculiarities of its application in monocots // Russ J Plant Physiol. 2017. Vol. 64, № 2. P. 141–155. DOI: 10.1134/S1021443717010071

16. Goossens J. et al. Jasmonates: signal transduction components and their roles in environmental stress responses // Plant Mol Biol. 2016. Vol. 91, № 6. P. 673–689. DOI: 10.1007/s11103-016-0480-9

17. Hardigan M.A. et al. Genome diversity of tuber-bearing Solanum uncovers complex evolutionary history and targets of domestication in the cultivated potato // PNAS. 2017. Vol. 114, № 46. P. E9999– E10008. DOI: 10.1073/pnas.1714380114

18. Heim W.G. et al. Cloning and characterization of a Nicotiana tabacum methylputrescine oxidase transcript // Phytochemistry. 2007. Vol. 68, № 4. P. 454–463. DOI: 10.1016/j.phytochem.2006.11.003

19. Hibi N. et al. Gene expression in tobacco low-nicotine mutants // Plant Cell. 1994. Vol. 6, № 5. P. 723–735. DOI: 10.1105/tpc.6.5.723

20. Ivanova K.A., Gerasimova S.V., Khlestkina E.K. The Biosynthesis Regulation of Potato Steroidal Glycoalkaloids // Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2018. Vol. 22, № 1. P. 25–34. DOI: 10.18699/VJ18.328

21. Kajikawa M. et al. Genomic Insights into the Evolution of the Nicotine Biosynthesis Pathway in Tobacco // Plant Physiol. 2017. Vol. 174, № 2. P. 999–1011. DOI: 10.18699/VJ18.328

22. Kajikawa M. et al. Vacuole-Localized Berberine Bridge Enzyme-Like Proteins Are Required for a Late Step of Nicotine Biosynthesis in Tobacco1[C][W] // Plant Physiol. 2011. Vol. 155, № 4. P. 2010–2022. DOI: 10.1104/pp.110.170878

23. Kajikawa M., Hirai N., Hashimoto T. A PIP-family protein is required for biosynthesis of tobacco alkaloids // Plant Mol. Biol. 2009. Vol. 69, № 3. P. 287–298. DOI: 10.1007/s11103-008-9424-3

24. Knoch E. et al. Third DWF1 paralog in Solanaceae, sterol Δ24-isomerase, branches withanolide biosynthesis from the general phytosterol pathway // PNAS. 2018. P. 201807482. DOI: 10.1073/pnas.1807482115

25. Korotkova A.M. et al. Crop genes modified using the CRISPR/Cas system // Russ J Genet Appl Res. 2017. Vol. 7, № 8. P. 822–832. DOI: 10.1134/S2079059717050124

26. Kumar A. et al. Lanosterol synthase-like is involved with differential accumulation of steroidal glycoalkaloids in potato // Planta. 2017. Vol. 246, № 6. P. 1189–1202. DOI: 10.1007/s00425-017-2763-z

27. Lewis R.S. et al. Transgenic and Mutation-Based Suppression of a Berberine Bridge Enzyme-Like (BBL) Gene Family Reduces Alkaloid Content in Field-Grown Tobacco // PLOS ONE. 2015. Vol. 10, № 2. P. e0117273. DOI:10.1371/journal.pone.0117273

28. Li Y. et al. Genomic Analyses Yield Markers for Identifying Agronomically Important Genes in Potato // Molecular Plant. 2018. Vol. 11, № 3. P. 473–484. DOI: 10.1016/j.molp.2018.01.009

29. Markova D.N. et al. Evolutionary history of two pollen self-incompatibility factors reveals alternate routes to self-compatibility within Solanum // Am. J. Bot. 2017. Vol. 104, № 12. P. 1904–1919. DOI: 10.3732/ajb.1700196

30. Matsuura H.N., Fett-Neto A.G. Plant alkaloids: main features, toxicity, and mechanisms of action //Plant Toxins. – Springer, Dordrecht. 2017. – P. 243-261. DOI 10.1007/978-94-007-6728-7_2-1

31. McCue K.F. et al. Modification of potato steroidal glycoalkaloids with silencing RNA constructs // Am. J. Potato Res. 2018. Vol. 95, №1. P. 9-14. DOI: 10.1007/s12230-017-9609-x

32. McCue K.F. et al. Potato glycosterol rhamnosyltransferase, the terminal step in triose side-chain biosynthesis // Phytochemistry. 2007. Vol. 68, № 3. P. 327–334. DOI: 10.1016/j.phytochem.2006.10.025

33. McCue K.F. et al. The primary in vivo steroidal alkaloid glucosyltransferase from potato // Phytochemistry. 2006. Vol. 67, № 15. P. 1590–1597. DOI: 10.1016/j.phytochem.2005.09.037

34. McCue K.F. Potato glycoalkaloids, past present and future. Fruit Veget. Cereal Sci. Biotechn. 2009. Vol. 3, №1. P. 65-71.

35. Mishra L.C., Singh B.B., Dagenais S. Scientific basis for the therapeutic use of Withania somnifera (ashwagandha): a review // Altern Med Rev. 2000. Vol. 5, № 4. P. 334–346.

36. Moghe G.D. et al. Consequences of Whole-Genome Triplication as Revealed by Comparative Genomic Analyses of the Wild Radish Raphanus raphanistrum and Three Other Brassicaceae Species // The Plant Cell. 2014. Vol. 26, № 5. P. 1925–1937. DOI: 10.1105/tpc.114.124297

37. Moghe G.D., Last R.L. Something Old, Something New: Conserved Enzymes and the Evolution of Novelty in Plant Specialized Metabolism // Plant Physiology. 2015. Vol. 169, № 3. P. 1512–1523. DOI: 10.1104/pp.15.00994

38. Nagy R. et al. The characterization of novel mycorrhiza-specific phosphate transporters from Lycopersicon esculentum and Solanum tuberosum uncovers functional redundancy in symbiotic phosphate transport in solanaceous species // Plant J. 2005. Vol. 42, № 2. P. 236–250. DOI: 10.1111/j.1365-313X.2005.02364.x

39. Nakayasu M. et al. A Dioxygenase Catalyzes Steroid 16α-Hydroxylation in Steroidal Glycoalkaloid Biosynthesis1 // Plant Physiol. 2017. Vol. 175, № 1. P. 120–133. DOI: 10.1104/pp.17.00501

40. Nützmann H.-W., Osbourn A. Gene clustering in plant specialized metabolism // Current Opinion in Biotechnology. 2014. Vol. 26. P. 91– 99. DOI: 10.1016/j.copbio.2013.10.009

41. Ober D. Seeing double: gene duplication and diversification in plant secondary metabolism // Trends Plant Sci. 2005. Vol. 10, № 9. P. 444–449. DOI: 10.1016/j.tplants.2005.07.007

42. Osbourn A. Secondary metabolic gene clusters: evolutionary toolkits for chemical innovation // Trends in Genetics. 2010. Vol. 26, № 10. P. 449–457. DOI: 10.1016/j.tig.2010.07.001

43. Patra B. et al. Transcriptional regulation of secondary metabolite biosynthesis in plants // Biochim. Biophys. Acta. 2013. Vol. 1829, № 11. P. 1236–1247. DOI: 10.1016/j.bbagrm.2013.09.006

44. Qin C. et al. Whole-genome sequencing of cultivated and wild peppers provides insights into Capsicum domestication and specialization // PNAS. 2014. Vol. 111, № 14. P. 5135–5140. DOI: 10.1073/pnas.1400975111

45. Riechers D.E., Timko M.P. Structure and expression of the gene family encoding putrescine N-methyltransferase in Nicotiana tabacum: new clues to the evolutionary origin of cultivated tobacco // Plant Mol. Biol. 1999. Vol. 41, № 3. P. 387–401.

46. Schläpfer P. et al. Genome-Wide Prediction of Metabolic Enzymes, Pathways, and Gene Clusters in Plants // Plant Physiol. 2017. Vol. 173, № 4. P. 2041–2059. DOI: 10.1104/pp.16.01942

47. Schranz M.E., Mohammadin S., Edger P.P. Ancient whole genome duplications, novelty and diversification: the WGD Radiation LagTime Model // Curr. Opin. Plant Biol. 2012. Vol. 15, № 2. P. 147–153. DOI: 10.1016/j.pbi.2012.03.011

48. Shoji T., Hashimoto T. Tobacco MYC2 Regulates Jasmonate-Inducible Nicotine Biosynthesis Genes Directly and By Way of the NIC2-Locus ERF Genes // Plant Cell Physiol. 2011. Vol. 52, № 6. P. 1117–1130. DOI: 10.1093/pcp/pcr063

49. Shoji T., Hashimoto T. Why does anatabine, but not nicotine, accumulate in jasmonate-elicited cultured tobacco BY-2 cells? // Plant Cell Physiol. 2008. Vol. 49, № 8. P. 1209–1216. DOI: 10.1093/pcp/pcn096

50. Sonawane P.D. et al. Plant cholesterol biosynthetic pathway overlaps with phytosterol metabolism // Nat Plants. 2016. Vol. 3. P. 16205. DOI: 10.1038/nplants.2016.205

51. The Tomato Genome Consortium. The tomato genome sequence provides insights into fleshy fruit evolution // Nature. 2012. Vol. 485, № 7400. P. 635–641. DOI: 10.1038/nature11119

52. Töpfer N., Fuchs L.-M., Aharoni A. The PhytoClust tool for metabolic gene clusters discovery in plant genomes // Nucleic Acids Res. 2017. Vol. 45, № 12. P. 7049–7063. DOI: 10.1093/nar/gkx404

53. Umemoto N. et al. Two Cytochrome P450 Monooxygenases Catalyze Early Hydroxylation Steps in the Potato Steroid Glycoalkaloid Biosynthetic Pathway // Plant Physiol. 2016. Vol. 171, № 4. P. 2458–2467. DOI 10.1104/pp.16.00137.

54. Wang P. et al. Generation of tobacco lines with widely different reduction in nicotine levels via RNA silencing approaches // J. Biosci. 2008. Vol. 33, № 2. P. 177–184.

55. Wang P. et al. Silencing of PMT expression caused a surge of anatabine accumulation in tobacco // Mol. Biol. Rep. 2009. Vol. 36, № 8. P. 2285–2289. DOI: 10.1007/s11033-009-9446-1

56. Xie J. et al. Biotechnology: A tool for reduced risk tobacco products - The nicotine experience from test tube to cigarette pack // Rev Adv Tob Sci. 2004. Vol. 30. P. 17–37.

57. Xu S. et al. Wild tobacco genomes reveal the evolution of nicotine biosynthesis // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2017. Vol. 114, № 23. P. 6133–6138. DOI: 10.1073/pnas.1700073114

58. Zhang H.-B. et al. Tobacco Transcription Factors NtMYC2a and NtMYC2b Form Nuclear Complexes with the NtJAZ1 Repressor and Regulate Multiple Jasmonate-Inducible Steps in Nicotine Biosynthesis // Molecular Plant. 2012. Vol. 5, № 1. P. 73–84. DOI: 10.1093/mp/ssr056

59. Zhang S. et al. Distinct subfunctionalization and neofunctionalization of the B-class MADS-box genes in Physalis floridana // Planta. 2015. Vol. 241, № 2. P. 387–402. DOI: 10.1007/s00425-014-2190-3

60. Zhou M., Memelink J. Jasmonate-responsive transcription factors regulating plant secondary metabolism // Biotechnology Advances. 2016. Vol. 34, № 4. P. 441–449. DOI: 10.1016/j.biotechadv.2016.02.004

61. Zhu G. et al. Rewiring of the Fruit Metabolome in Tomato Breeding // Cell. 2018. Vol. 172, № 1–2. P. 249-261.e12. DOI: 10.1016/j.cell.2017.12.019


Рецензия

Для цитирования:


Иванова К.А., Спасельникова А.В., Шумный В.К., Герасимова С.В. Гены-мишени для метаболической инженерии представителей семейства Solanaceae: эволюция и структурная организация. Биотехнология и селекция растений. 2018;1(1):34-42. https://doi.org/10.30901/2658-6266-2018-1-34-42

For citation:


Ivanova K.A., Spaselnikova A.V., Shumny V.K., Gerasimova S.V. The target genes for Solanaceae secondary metabolism engineering: evolution and genome organization. Plant Biotechnology and Breeding. 2018;1(1):34-42. (In Russ.) https://doi.org/10.30901/2658-6266-2018-1-34-42

Просмотров: 698


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2658-6266 (Print)
ISSN 2658-6258 (Online)