Новые интрогрессивные линии ярового ячменя, созданные на основе межвидовых гибридов Hordeum vulgare L. с H. bulbosum L.

 Актуальность Привлечение чужеродного генетического материала ячменя луковичного Hordeum bulbosum L. для расширения разнообразия ячменя культурного Hordeum vulgare L. является важной задачей. Одним из путей использования генетического потенциала ячменя луковичного служит межвидовая гибридизация и получение на основе гибридов фертильных интрогрессивных линий H. vulgare. Целью исследования было создание и изучение интрогрессивных линий (ИЛ) культурного ячменя, полученных на основе межвидовых гибридов с ячменем луковичным. Материал Отбор ИЛ Hordeum vulgare с чужеродными интрогрессиями проводили в поколениях от самоопыления растений ячменя, полученных в результате опыления культурного ячменя частично фертильной пыльцой межвидовых гибридов: триплоидного H. vulgare ‘Roland’ (2x) × H. bulbosum W851 (4x) (HvHbHb) и тетраплоидного H. bulbosum И:632321 (4x) × H. vulgare ‘Borwina’ (4x) (HbHbHvHv). Изучали созданные в процессе работы 21 ИЛ с терминальными интрогрессиями генетического материала ячменя луковичного в различных плечах хромосом: 1HL, 2HL, 3HS, 5HL, 1HL+3HS, 6HS. Методы Для выявления и идентификации интрогрессий и анализа их сохранения при полевой репродукции использовали метод флюоресцентной ДНК-ДНК гибридизации in situ (FISH, GISH). Растения линий выращивали в полевых условиях без изоляции колоса. У ИЛ определяли показатели фертильности и продуктивности: число зерен в колосе, озернённость колоса в %, массу зерна с колоса и массу 1000 зерен. Показатели качества зерна: содержание белка и сырой клетчатки определяли в процентах от общей сухой массы зерна неразрушающим методом спектроскопии в ближней инфракрасной области (БИК). Результаты На основе межвидовых гибридов создана 21 ИЛ культурного ячменя с терминальными интрогрессиями генетического материала ячменя луковичного в хромосомах 1HL, 2HL, 3HS, 5HL, 6HS, 1HL+3HS. Для всех ИЛ, как и для родительского сорта, характерно закрытое цветение, они сохраняют интрогрессии в потомстве при культивировании в поле без изоляции. Большинство ИЛ по показателям фертильности и продуктивности соответствуют культурному ячменю. Среди ИЛ с терминальной интрогрессией в длинном плече хромосомы 2HL выявлены формы с различной фертильностью. Озернённость колоса у этих форм связана с размером чужеродной интрогрессии. ИЛ 2.1.2.2.2, 2.1.2.2.6 и 2.1.1.3.1.4 с размером чужеродного фрагмента, визуально схожим с исходным, характеризуются низкой озерненностью колоса (менее 22%). Уменьшение размера терминальной интрогрессии приводит к восстановлению фертильности. Анализ качества зерна 18 ИЛ культурного ячменя показал, что для линий 1.4.1.1 c интрогрессией в хромосоме 3HS, а также 1.3.1 и 1.4.2.1 с двумя интрогрессиями 1HL+3HS отмечена тенденция повышения содержания белка в зерне по сравнению с исходным сортом ‘Roland’. Выводы Создана 21 ИЛ ячменя с терминальными интрогрессиями в различных хромосомах: 1HL, 2HL, 3HS, 5HL, 6HS, 1HL+3HS. Из них 18 представляют собой высокофертильные формы ячменя, для которых характерно закрытое цветение и самоопыление, что обеспечивает сохранение интрогрессированных чужеродных фрагментов хромосом в последующих поколениях. Для ИЛ с интрогрессией в хромосоме 2HL выявлена зависимость фертильности от размера терминального чужеродного фрагмента. У ИЛ, несущих фрагмент генетического материала H. bulbosum в терминальном участке короткого плеча хромосомы 3Н, выявлено белее высокое содержание белка в зерне по сравнению с исходным сортом ‘Roland’.

1. Bothmer R., Seberg O., Jacobsen N. Genetic resources in the Triticeae. Hereditas. 1992;116:141-150. DOI: 10.1111/j.1601-5223.1992.tb00814.x

2. Bothmer R., Jacobsen N., Baden C., Jørgensen R.B., Linde-Laursen I. An ecogeographical study of genus Hordeum. Rome: IPGR; 1991.

3. Cai S, Yu G., Chen X., Huang Y., Jiang X., Zhang G., Jin X. Grain protein content variation and its association analysis in barley. BMC Plant Biology. 2013;13:35. DOI: 10.1186/1471-2229-13-35

4. Devaux P. The Hordeum bulbosum (L.) method. In: M. Maluszynski M., Kasha K.J., Forster B.P., Szarejko I. (eds). Doubled haploid production in crop plants. Dordrecht: Springer; 2003. p.15-19. DOI: 10.1007/978-94-017-1293-4_3

5. Emebiria L.C., Moodya D.B., Horsleyb R., Panozzo J., Read B.J. The genetic control of grain protein content variation in a doubled haploid population derived from a cross between Australian and North American two-rowed barley lines. Journal of Cereal Science. 2005;41:107-114. DOI: 10.1016/j.jcs.2004.08.012

6. Fukuyama T., Hosoya H. Genetic control and mechanism of chromosome elimination in the hybrids between Hordeum bulbosum (4x) and H. vulgare (4x). Japanese Journal of Genetics. 1983;58:241-250. DOI: 10.1266/jjg.58.241

7. Gavrilenko T.A.; Pendinen G.I.; Yermishin A.P. GISH analysis of the introgression of the B subgenome genetic material of wild allotetraploid species Solanum stoloniferum into backcrossing progenies with potato. Agronomy. 2022;12:787. DOI: 10.3390/agronomy12040787

8. Gottlob-McHugh S., Levesque M., MacKenzie K., Olson M., Yarosh O., Johnson D. Organization of the 5S rRNA genes in the soybean Glycine max (L.) Merrill and conservation of the 5S rDNA repeat structure in higher plants. Genome. 1990;33:486-494. DOI: 10.1139/g90-072

9. Ho K.M., Kasha K.J. Genetic control of chromosome elimination during haploid formation in barley. Genetics. 1975;51(2):263-275. DOI: 10.1093/genetics/81.2.263

10. Ivanizs L., Farkas A., Linc G., Molnar-Lang M., Molnar I. Molecular cytogenetic and morphological characterization of two wheat-barley translocation lines. PLoS ONE. 2018;13(6):e0198758. DOI: 10.1371/journal.pone.0198758

11. Johnston P.A., Pickering R.A. PCR detection of Hordeum bulbosum introgressions in an H. vulgare background using a retrotransposon-like sequence. Theoretical and Applied Genetics. 2002;104(4):720-726. DOI: 10.1007/s00122-001-0791-2

12. Johnston P.A., Timmerman-Vaughan G.M., Farnden K.J.F., Pickering R.A. Marker development and characterisation of Hordeum bulbosum introgression lines: a resource for barley improvement. Theoretical and Applied Genetics. 2009;118:1429-1437. DOI: 10.1007/s00122-009-0992-7

13. Jones I.T., Pickering R.A. The mildew resistance of Hordeum bulbosum and its transference into H. vulgare genotypes. Annals of Applied Biology. 1978;88:295-298. DOI: 10.1111/j.1744-7348.1978.tb00709.x

14. Kasha K.J., Kao K.N. High frequency haploid production in barley (Hordeum vulgare L.). Nature. 1970;225(5235):874-876. DOI: 10.1038/225874a0

15. Künzel G., Korzun L., Meister A. Cytologically integrated physical restriction fragment length polymorphism maps for the barley genome based on translocation breakpoints. Genetics. 2000;154:397-412. DOI: 10.1093/genetics/154.1.397.

16. Lange W. Crosses between Hordeum vulgare L. and Hordeum bulbosum L. l. Production, morphology and meiosis of hybrids, haploids and dihaploids. Euphytica. 1971a;20(1):14-29. DOI: 10.1007/BF00146769

17. Lange W. Crosses between Hordeum vulgare L. and Hordeum bulbosum L. 2. Elimination of chromosomes in hybrid tissues. Euphytica. 1971b;20(2):181-194. DOI: 10.1007/BF00056078

18. Michel M. Untersuchungen zur übertragung von resistenzgenen aus der wildart Hordeum bulbosum L. in die kulturgerste Hordeum vulgare L. PhD Thesis, Lehrstuhl für Pflanzenbau und Pflanzenzüchtung, [dissertation]. München: Technische Universität München; 1996. [in German]

19. Molnar-Lang M., Linc G. Wheat-barley hybrids and introgression lines. In: M. Molnár-Láng, C. Ceoloni, J. Doležel (eds). Alien Introgression in Wheat: Cytogenetics, Molecular Biology, and Genomics. Springer International Publishing; 2015. p.315-345. DOI: 10.1007/978-3-319-23494-6

20. Nagy E.D., Molnár-Láng M., Linc G., Láng L. Identification of wheat-barley translocations by sequential GISH and two-colour FISH in combination with the use of genetically mapped barley SSR markers. Genome. 2002;45(6):1238-1247. DOI: 10.1139/g02-068

21. Пендинен Г.И. Новые интрогрессивные формы культурного ячменя, полученные на основе межвидовых гибридов Hordeum vulgare L. × Hordeum bulbosum L. Биотехнология и селекция растений. 2021;4(4):25-39. DOI: 10.30901/2658-6266-2021-4-o2

22. Пендинен Г.И., Чернов В.Е., Шольц М. Характеристика интрогрессивных линий ячменя, полученных на основе межвидового гибрида Hordeum vulgare L. × H. bulbosum L. Биотехнология и селекция растений. 2018;1(1):16-24. DOI: 10.30901/2658-6266-2018-1-16-24

23. Пендинен Г.И., Чернов В.Е., Шольц М. Возможности использования тетраплоидного межвидового гибрида Hordeum bulbosum L. × Hordeum vulgare L. в получении новых рекомбинантных линий ячменя. Биотехнология и селекция растений. 2024;7(1):6-20. DOI: 10.30901/2658-6266-2024-1-o2

24. Пендинен Г.И., Шольц М. Спаривание гомеологичных хромосом в метафазе I мейоза у триплоидных гибридов Hordeum vulgare L. × H. bulbosum L. (HvHbHb). Биотехнология и селекция растений. 2020;3(2):6-15. DOI: 10.30901/2658-6266-2020-2-o2

25. Pickering R.A. The production of fertile triploid hybrids between Hordeum vulgare L. (2n=2x=14) and H. bulbosum L. (2n=4x=28). Barley Genetics Newsletter. 1988;18:25-29.

26. Pickering R.A. The production of fertile triploid hybrids from crosses between Hordeum vulgare L. (2n=4x=28) and H. bulbosum L. (2n=2x=14). Hereditas. 1991;114(3):227-236. DOI: 10.1111/j.1601-5223.1991.tb00329.x

27. Pickering R.A., Hudakova S., Houben A., Jouhnson P., Butler R.C. Reduced metaphase I associations between the short arms of homoeologous chromosomes in a Hordeum vulgare L. × H. bulbosum L. diploid hybrid influences the frequency of recombinant progeny. Theoretical and Applied Genetics. 2004;109:911-916. DOI: 10.1007/s00122-004-1725-6

28. Pickering R.A., Klatte S., Butler R.C. Identification of all chromosome arms and their involvement in meiotic homoeologous associations at metaphase I in 2 Hordeum vulgare L. × Hordeum bulbosum L. hybrids. Genome. 2006;49:73-78. DOI: 10.1139/G05-071

29. Pickering R.A., Timmerman G.M., Cromey M.G., Melz G. Characterization of progeny from backcrosses of triploid hybrids between Hordeum vulgare L. (2x) and H. bulbosum L. (4x) to H. vulgare. Theoretical and Applied Genetics. 1994;88:460-464. DOI: 10.1007/BF00223661

30. Pidon H., Wendler N., Habekuß A., Maasberg A., Ruge-Wehling B., Perovic D., Ordon F., Stein N. High-resolution mapping of Rym14Hb, a wild relative resistance gene to barley yellow mosaic disease. Theoretical and Applied Genetics. 2021;134(3):823-833. DOI: 10.1007/s00122-020-03733-7

31. Ruge B., Linz A., Pickering R., Proeseler G., Greif P., Wehling P. Mapping of Rym14Hb, a gene introgressed from Hordeum bulbosum and conferring resistance to BaMMV and BaYMV in barley. Theoretical and Applied Genetics. 2003;107(6):965-971. DOI: 10.1007/s00122-003-1339-4

32. Ruge-Wehling B., Linz A., Habekuß A., Wehling P. Mapping of Rym16Hb, the second soil-born virus-resistance gene introgressed from Hordeum bulbosum. Theoretical and Applied Genetics. 2006;113(5):867-873. DOI: 10.1007/s00122-006-0345-8

33. Scholz M., Pendinen G. The effect of homoeologous meiotic pairing in tetraploid Hordeum bulbosum L. × H. vulgare L. hybrids on alien introgressions in offspring. Cytogenetic and Genome Research. 2017;150(2):139-149. DOI: 10.1159/000455141

34. Scholz M., Ruge-Wehling B., Habekuß A., Schrader O., Pendinen G., Fischer K., Wehling P. Ryd4Hb: a novel resistance gene introgressed from Hordeum bulbosum into barley and conferring complete and dominant resistance to the barley yellow dwarf virus. Theoretical and Applied Genetics. 2009;119:837-849. DOI: 10.1007/s00122-009-1093-3

35. Szigat G., Pohler W. Hordeum bulbosum × H. vulgare hybrids and their backcrosses with cultivated barley. Cereal Research Communications. 1982;10(1/2):73-78.

36. Thomas M.R., Pickering R.A. Chromosome elimination in Hordeum vulgare × H. bulbosum hybrids 1. Comparison of stable and unstable amphidiploid. Theoretical and Applied Genetics. 1983;66:135-140. DOI: 10.1007/BF00265188

37. Toubia-Rahme H., Johnston P.A., Pickering R.A., Steffenson B.J. Inheritance and chromosomal location of Septoria passerinii resistance introgressed from Hordeum bulbosum into Hordeum vulgare. Plant Breeding. 2003;122:405-409. DOI: 10.1046/j.1439-0523.2003.00850.x

38. Wang S.L., Qi L.L., Chen P.D., Liu D.J., Friebe B., Gill B.S. Molecular cytogenetic identification of wheat-Elymus tsukushiense introgression lines. Euphytica. 1999;107:217-224. DOI: 10.1023/A:1003686014905

39. Wendler N., Mascher M., Himmelbach A., Bini F., Kumlehn J., Stein N. A high-density, sequence-enriched genetic map of Hordeum bulbosum and its collinearity to H. vulgare. The Plant Genome. 2017;10(3):1-11. DOI: 10.3835/plantgenome2017.06.0049

40. Yakura K., Tanifuji S. Molecular cloning and restriction analysis of Eco RI-fragments of Vicia faba rDNA. Plant and Cell Physiology. 1983;24:1327-1330. DOI: 10.1093/oxfordjournals.pcp.a076650

41. Yu X., Casonato S., Jone E., Butler R.C., Johnston P.A., Chng S. Phenotypic characterization of the Hordeum bulbosum derived leaf rust resistance genes Rph22 and Rph26 in barley. Journal of Applied Microbiology. 2022;133(3):2083-2094. DOI: 10.1111/jam.15710

42. Yu X., Kong H.Y., Meiyalaghan V., Casonato S., Chng S., Jones E.E., Butler R.C., Pickering R., Johnston P.A. Genetic mapping of a barley leaf rust resistance gene Rph26 introgressed from Hordeum bulbosum. Theoretical and Applied Genetics. 2018;131(6):2567-2580. DOI: 10.1007/s0012 2-018-3173-8

43. Zhang L., Pickering R., Murray B.G. Direct measurement of recombination frequency in interspecific hybrids between Hordeum vulgare and H. bulbosum, using genomic in situ hybridization. Heredity. 1999;83(3):304-309. DOI: 10.1046/j.1365-2540.1999.00571.x

44. Zhang L., Pickering R., Murray B.G. Hordeum vulgare × H. bulbosum tetraploid hybrid provides useful agronomic introgression lines for breeders. New Zealand Journal of Crop and Horticulture Science. 2001;29(4):239-246. DOI: 10.1080/01140671.2001.9514185